エアロゾル化フラックス、バイオ

Communications Biology volume 6、記事番号: 809 (2023) この記事を引用

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北欧の淡水湖全体にリムノモナス・ガイエンシスが拡散する能力についてはほとんど知られていない。この研究では、水源中の種の密度や砕波をシミュレートするために使用されたジェット速度に関係なく、この種が気泡の破裂（2〜40粒子.cm-3）によって水源から首尾よくエアロゾル化できることを示します。種の生存能力は、水の乱流とエアロゾル化の両方によって影響を受けました。放出された細胞の生存率は低く、株特異的であり、バブル崩壊プロセスによって異なる影響を受けました。「微細藻類とバイオント」という実体はエタノールを生成し、氷（主に ≤-18 °C）媒介の可溶性氷核生成活性タンパク質を積極的に核生成し、それによってスモッグや雲の形成に影響を与える可能性があります。さらに、ひずみが最小であれば、加えられるストレッサーにうまく対処できる可能性があります。 -21 °C までの温度への短期間の曝露および凍結事象での生存は、L. gaiensis が空気中に拡散し、その沈着に寄与している可能性をさらに示唆しています。

微細藻類リムノモナスガイエンシスは、北欧の淡水湖に生息しています。クラミドモナスの系統群のこのメンバーは、最近、形態学的および遺伝学的に説明されました1。この種は、北ヨーロッパの接続されていない水系から分離されており 1、広範囲の pH2 に順応する可能性を特徴とする生物の分散と局所適応に重要な特徴を備えています。ただし、その拡散能力は不明です。

空気中のクラミドモナス種は広範囲の地理的場所から報告されており 3、雪の種 C. nivalis を含む拡散に成功している 4,5,6 7。 L.ガイエンシスが発生する湖は距離があり、湖間に水のつながりがないため、我々は空気の拡散がその蔓延に役割を果たしているのではないかと仮説を立てた。

水生微細藻類は、水面の磨耗 3、風摩擦や砕ける波頭による飛沫滴 8、気泡の破裂による膜やジェット液滴の発生によってエアロゾル化されます。微細藻類のエアロゾル化は陸地と海洋で報告されており、場所、風の状況 3,9、水源の生物密度、生育条件 10,11 によって変動します。現在までのところ、利用可能な放出束は片手に満たない4,12,13,14で、微細藻類では最大 3 × 103 セル.m-3、ピコ微細藻類では 4 × 105 セル.m-3 (0.2 ～ 2 μm) に達します。さらに、微細藻類のエアロゾル化を支配するプロセスはまだ十分に特徴づけられていません。

微細藻類のエアロゾル化は、大気と相互作用し、大気条件に耐えるために形態学的に適応し 15、新しい環境に分散し、環境と社会に対する衛生リスクの原因となるため、注目を集めています 3,9,16。クラミドモナス属 16 などの浮遊微細藻類の増殖は、屋内 16,17 と屋外 3,9,18 の両方で深刻な環境および衛生上の問題を引き起こす可能性があります。さらに、有毒なシアノバクテリアによって汚染された湖で増殖するものもあります 6。これは L. ガイエンシス 1 と類似しています。

微細藻類は、大気化学にとって重要な揮発性有機化合物 (VOC) を生成する可能性があります 19、20、21、22。また、-6 °C 以下では氷核生成活性 (INA) 化合物の生成を介して 23、-23 °C 以下では INA 滲出液の生成を介して 24 から積極的に氷の核を生成することもできます。より具体的には、特定のＣｈｌａｍｙｄｏｍｏｎａｓｓｐ． -8℃から-17℃の温度で積極的に氷の核を生成することができます25。したがって、生成された微細藻類の VOC および INA 分子は、雲の形成やそれら自身の堆積などの大気プロセスに潜在的な影響を与える可能性があります。

エアロゾル化した微細藻類は、通常サイズが大きいため、長期間空中に留まることは期待できません3。このため、気候や媒介航空輸送の拡大への影響はごくわずかであると考えられてきました。驚くべきことに、一部の微細藻類は、潜在的な発生源から遠く離れた場所、さらには南極などの遠隔地でも報告されています3,26,27,28。さらに、バックトラジェクトリー分析を使用した研究では、微細藻類の長時間かつ実行可能な輸送が実現可能であることが示されています15、29、30、31。長時間の航空輸送により、太陽放射と相互作用する機会がいくつか生まれ、液体の雲滴が形成される種を形成する、いわゆる巨大雲凝縮核 (CCN) として作用する可能性が高まります。巨大な CCN としての浮遊微細藻類の役割は以前から示唆されているが 28、これまでのところよく理解されていない。

10 times higher in Exp5–7 than in Exp1–4 (Table 1). Captured cell numbers by impingers did not differ significantly between treatments (Kruskal–Wallis X2(1) = 0.017, p = 0.90), but between strains (Kruskal–Wallis X2(1) = 14.63, p < 0.001)./p>−8 °C with 2.1 × 10−6 INP.cell−1 and R86-47 at <−8 °C with 3.3 × 10−6 INP.cell−1. Strains from Lake Västra Ringsjön were active at lower subzero temperatures, i.e., VR66-10 at <−17 °C with 2.5 × 10−5 INP.cell−1 and VR66-07 at <−18 °C with 8.2 × 10−6 INP.cell−1. In R86-47 the IN activity remained low, between −8 and −17 °C ( ≤ 3.9 × 10−6 INP.cell−1), sometimes below the detection limit (<−12 °C) and started to increase again at <−17 °C ( ≤ 1.5 × 10−4 INP.cell−1). In all strains, half of the replicates were frozen (frozen fraction (FF) of 0.5) from −18 down to −21 °C (Fig. 5). At −21 °C, all replicates were frozen (FF = 1) in R86-45 (Fig. 5a). In the three other strains (Fig. 5b–d), FF reached 0.95 in VR66-10, 0.88 in R86-47 and 0.75 in VR66-07. At −21 °C the number of INP was 1.01 × 10−4 (± 0.4 × 10−4) INP.cell−1 on average, reaching 8.2 × 10−5 INP.cell−1 in R86-45, 1.5 × 10−4 INP.cell−1 in R86-47, 5.2 × 10−5 INP.cell−1 in VR66-07, and 1.2 × 10−4 INP.cell−1 in VR66-10 (Fig. 6). Results indicated that L. gaiensis entity could be IN active at rather low temperatures, almost negligeable compared to known INA PBAPs (e.g., P. syringae, our positive control, ≤−6 °C) and abiotic particles (≤−12 °C)./p>-4 °C (positive control, gray). The error bars show the 95% confidence interval. Each data point is the synthesis of a total of 52 to 64 replicates per strain and treatment, and of 116 replicates per control./p>109 cells, and a better survival rate both after emission and freezing. Additionally, the negative trend between the percentage of revived organisms and the condition of microalgal growth (density, age) suggests that cell abundance and physiology may play an important role in the species survival capacity. The physiological response under aerosolization and freezing differed between strains, despite organismal concentration and growth phase. VR66-07 and R86-47 had similar revival capacities after cold exposure (Z-test X2(1) = 7.45, p = 0.006) and their entity produce INA soluble proteins active below −17 °C, whereas R86-45 was less efficient at coping with cold temperature exposure (Z-test X2(1)VR66-07- R86-45 = 20.58 and X2(1)R86-47- R86-45 = 42.98, p < 0.001, respectively) and its entity produced non-soluble INA proteins active from −8 °C. To decipher the mechanisms behind L. gaiensis tolerance to atmospheric stressors, results call for complement morphological and physiological investigations./p>50,000, and excitement with two lasers at 405 nm and 488 nm. Because the signal from both lasers was similar, we here show data from the 488 nm laser for comparison with available body of literature. Generated data was analyzed using FlowJoTM version 10.8.1 (Becton Dickinson & Company 2006-2021)./p>

2.0.CO;2" data-track-action="article reference" href="https://doi.org/10.1175%2F1520-0469%281971%29028%3C0402%3AQEOERA%3E2.0.CO%3B2" aria-label="Article reference 72" data-doi="10.1175/1520-0469(1971)0282.0.CO;2"Article Google Scholar /p>

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